Biol Res 41: 197-204, 2008
ARTICLE
Differences in lipogenesis and lipolysis in obese and non-obese adult human adipocytes
MARIANA CIFUENTES, CECILIA ALBALA and CECILIA V ROJAS
Institute of Nutrition and Food Technology (INTA), Universidad de Chile, Santiago, Chile.
Dirección para Correspondencia
ABSTRACT
Zostało zaproponowane, że różnice w funkcji adipocytów i/lub metabolizmie między otyłymi i szczupłymi individuáis mogą przejawiać się w funkcjonalnych nieprawidłowościach tkanki tłuszczowej, które prowadzą do zaburzeń metabolicznych w otyłości. Badaliśmy lipogenezę i lipolizę adipocytów tkanki tłuszczowej pochodzących od ludzi otyłych (OB) i nieotyłych (NOB). Swoista aktywność markera lipogenezy – enzymu G3PDH była o 50% niższa w adipocytach OB w porównaniu do adipocytów NOB. Adipocyty jelita grubego osób z OB charakteryzowały się również niższą podstawową lipolityczną lewatywą oraz niższą odpowiedzią lipolityczną na bodziec p-adrenergiczny. Deplecja cholesterolu z błony plazmatycznej adipocytów za pomocą metyl β-cyklodekstryny spowodowała efekt lipolityczny na adipocytach obu grup łącznie, ale gdy otyli i szczupli badani byli analizowani oddzielnie, odpowiedź była znacząca tylko u otyłych. Przedstawiamy dowody na inny profil lipogenny i lipolityczny w adipocytach omentalnych osób otyłych i proponujemy istotną rolę cholesterolu w błonie plazmatycznej, gdzie wpływ jego usuwania w lipolizie adipocytów OB i NOB różni się.
Key terms: adipocyte, cholesterol, lipogenesis, lipolysis, obesity, triglyceride metabolism.
INTRODUCTION
The excess of visceral adipose tissue is linked to numerous health problems. Zwiększona tkanka tłuszczowa jest związana ze zwiększoną objętością komórek tłuszczowych. Dlatego osoby otyłe mają stosunkowo dużą ilość przerośniętych adipocytów w porównaniu z osobami szczupłymi. Badania na zwierzęcych i ludzkich komórkach tłuszczowych wykazały, że kilka funkcji metabolicznych adipocytów ulega zmianie wraz ze wzrostem wielkości komórek, takich jak wrażliwość na insulinę i metabolizm glukozy, a także wydzielanie adipokin i profile ekspresji genów (Bluher i in., 2004; Salans i Doherty, 1971; Salans i in., 1974; Smith, 1971; Yang i in., 2004). Prowadzi to do sugestii, że funkcjonalna przewaga komórek hipertroficznych i/lub metabolicznie upośledzonych w tkance tłuszczowej jest istotnym czynnikiem sprawczym niskiej odpowiedzi tkanki na sygnały homeostatyczne, utrwalając lub pogłębiając stan otyłości. Aby sprawdzić tę hipotezę, postanowiliśmy zbadać lipogenezę i lipolizę in vitro w izolowanych adipocytach omentalnych pochodzących od osób dorosłych z OB i NOB. Biorąc pod uwagę, że sygnalizacja lipolizy zależy od białek zlokalizowanych w jaskiniach (caveolae), a zaburzenie organizacji tych bogatych w cholesterol struktur wiąże się ze zmianami metabolicznymi w otyłych adipocytach (Le Lay i in., 2004), ocenialiśmy również wpływ usuwania cholesterolu z błony plazmatycznej za pomocą metylo(β-cyklodekstryny (M(βCD)) w lipolizie adipocytów OB i NOB.
Prezentowane wyniki podkreślają odmienny profil lipogenny i lipolityczny pomiędzy osobami szczupłymi i otyłymi. Nasze dane wskazują na metaboliczne znaczenie niższej zawartości cholesterolu w błonie plazmatycznej w adipocytach osób otyłych, co wpływa na fizjologiczną regulację lipolizy.
MATERIAŁY I METODY
Isolacja adipocytów
Ludzki tłuszcz omentalny został uzyskany od 25 otyłych (OB) i nieotyłych (NOB) osób poddanych elektywnej operacji brzusznej (ominięcie żołądka, operacja ginekologiczna lub gastrologiczna). Przedział wiekowy badanych wynosił 29-79 lat, a wskaźnik masy ciała (BMI) wahał się między 18 a 54 kg/m2. Za punkt odcięcia dla określenia otyłości przyjęto zgodnie z definicją NIH BMI > 30 kg/m2. Dwunastu badanych (9 mężczyzn, 3 kobiety) było NOB (BMI 23,3 ±3,4 kg/m2), natomiast 13 było OB (BMI 38,2 ± 4,3 kg/m2; 4 mężczyzn, 9 kobiet). Nie zaobserwowano wpływu płci na badane parametry. Protokół został zatwierdzony przez Institutional Review Board przy INTA, University of Chile, a dawcy podpisali świadomą zgodę. Tkanka tłuszczowa usunięta podczas operacji została zanurzona w roztworze soli fizjologicznej i przetransportowana do laboratorium w celu przetworzenia w ciągu jednej godziny. Po przybyciu na miejsce, tkankę płukano kilkakrotnie zrównoważonym roztworem soli Hanksa (HBSS), usuwając całą widoczną tkankę łączną, skrzepy krwi i naczynia, a następnie rozdrabniano na małe kawałki (2-3 mm2) i hodowano w medzie MI99 (Invitrogen, Carlsbad, CA), uzupełnionej antybiotykami (penicylina-streptomycyna) w temperaturze 37°C w inkubatorze z kontrolowaną atmosferą. Okres inkubacji tkanki wynosił 2 dni, co miało na celu zminimalizowanie zmienności międzyosobniczej spowodowanej czynnikami podmiotowymi, takimi jak środowisko hormonalne, aktualny stan zdrowia czy przyjmowane leki. Adipocyty izolowano przy użyciu metody opartej na pracy Rodbella (1964). Krótko mówiąc, rozdrobniona tkanka tłuszczowa była inkubowana z lg/1 kolagenazą typu I (Worthington Biochemical Corp. Lakewood, NJ) w temperaturze 37°C przez 60 min z ciągłym mieszaniem. Powstałą zawiesinę komórkową filtrowano przez sterylną gazę, a ponieważ adipocyty spontanicznie oddzielały się od fazy wodnej, odzyskiwano je delikatnie aspirując pływającą warstwę za pomocą pipety i przemywano dwukrotnie 5 objętościami HBSS. Wyizolowane adipocyty były albo natychmiast wykorzystywane do badań lipolizy, albo zamrażane do późniejszego oznaczenia dehydrogenazy glicerolowo-β-fosforanowej (G3PDH).
Odpowiedzialność lipolityczna na bodziec (β-adrenergiczny i wykrywanie aktywności lipogennej (patrz poniżej) świadczyły o obecności żywych adipocytów po trawieniu tkanki.
Lipogeneza i lipoliza
Synteza triglicerydów w adipocycie wykorzystuje zarówno wstępnie wytworzone, jak i wytworzone de novo kwasy tłuszczowe, podczas gdy szkielet glicerolowy pochodzi z glukozy pochodzącej z glicerolu-β-fosforanu. Zdolność lipogeniczną oceniano na podstawie specyficznej aktywności enzymu G3PDH, który katalizuje tworzenie szkieletu glicerolowego triglicerydów z fosforanu dihydroksyacetonu dostarczanego w procesie glikolizy. Enzym ten jest uważany za ograniczający tempo syntezy triglicerydów w tkance tłuszczowej, ponieważ w tej tkance jest on źródłem solé glicerol-β-fosforanu. Jej wykorzystanie jako markera lipogennego w dojrzałych adipocytach jest poparte wzrostem jej mRNA i aktywności pod wpływem insuliny (Moustaid i in., 1996; Rumberger i in., 2003). W skrócie, wyizolowane adipocyty homogenizowano (10 uderzeń przy 1800 rpm za pomocą systemu homogenizatora Glas-Col, Glas-Col, IN) przy użyciu szklanej probówki wyposażonej w teflonowy tłuczek, w temperaturze 4°C w buforze zawierającym 0.25M sacharozy, lmM EDTA, 50mM trietanoloaminy i lmM ditiotreitholu. Homogenat odwirowywano przy 14 000 x g, 4°C przez 30 min. Aktywność G3PDH oznaczano w supernatancie w oparciu o metodę Kozaka i Jensena (1974), mierząc utlenianie NADH (przebieg czasowy zmiany absorbancji przy długości fali 340 nm w temp. 37°C) na czytniku mikropłytek (EL-808, BioTek Instruments Inc, Winoski, VT), używając fosforanu dihydroksyacetonu jako substratu dla enzymu. Reakcja była liniowa w odniesieniu do czasu przez cały okres oznaczania. Jedna jednostka aktywności enzymu odpowiada utlenianiu 1 nmol NADH na minutę w warunkach wskazanych powyżej. Stężenie białka w ekstrakcie rozpuszczalnym mierzono metodą Bradforda (Bradford, 1976).
Lipolizę oceniano podczas 48 godzin hodowli tłuszczaka przez pomiar skumulowanej ilości glicerolu uwolnionego do miednicy hodowlanej MI99 (odczynnik do oznaczania wolnego glicerolu, Sigma, St Louis MO). Ponadto, ostra odpowiedź lipolityczna na bodziec β-adrenergiczny, z lub bez zubożenia cholesterolu błony plazmatycznej (60 min preinkubacji z 10 mM MβCD ), została oceniona przez pomiar całkowitego glicerolu uwolnionego podczas 90-minutowej inkubacji 10% zawiesiny adipocytów w temperaturze 37 ° C z delikatnym ciągłym wirowaniem i dodatkiem 10μM izoproterenolu (Sigma) lub nośnika. Dla oceny lipolizy podczas hodowli tkanki tłuszczowej, wartości glicerolu są wyrażone na mg tkanki, podczas gdy dla oceny lipolizy w zawiesinach adipocytów, wartości są normalizowane do całkowitych lipidów komórkowych, jak opisano przez Carpéné (2001) lub, w doświadczeniach z czynnikami lipolitycznymi, do odpowiedniej podstawowej (niestymulowanej) kontroli. Całkowite lipidy komórkowe zostały wyekstrahowane przy użyciu metody Dolé i Meinertza (1960) i oznaczone grawimetrycznie. W świetle zgłoszonej niezależnej zależności między wielkością komórek a lipolizą, która może działać jako czynnik zakłócający, szczególnie w naszych badaniach porównujących OB i NOB, wyrażenie na mg lipidów zostało uznane za najbardziej odpowiednie. Jak wykazali Large i wsp. (1999), relenazy glicerolu wyrażone na zawartość lipidów są wysoce skorelowane z aktywnością lipazy wrażliwej na hormony w badaniach otyłych i szczupłych ludzi, i bardziej istotne dla zdolności lipolitycznych niż na liczbę komórek ze względu na zwiększoną objętość komórek tłuszczowych u otyłych.
Statystyki
Różnice między średnimi były analizowane przy użyciu testu t-Studenta i zostały uznane za istotne przy p≤0,05. Współczynnik korelacji Pearsona został użyty do oceny asocjacji dla zmiennych ciągłych. Data are expressed as means ± SEM.
RESULTS
Lipogenesis
Swoista aktywność enzymu lipogennego G3PDH była prawie o połowę niższa u osób z OB w porównaniu z aktywnością w adipocytach pochodzących z NOB (p<0,05, ryc. 1). Stwierdzono również istotną odwrotną korelację pomiędzy markerem lipogenezy a BMI badanych (ryc. 1, insercja, r2=0,31, p=0,01). Warto zauważyć, że nie było różnic w stężeniu białka (używanego do normalizacji aktywności G3PDH) między osobami z OB i NOB, które mogłyby wpłynąć na wyniki.
Lipoliza
Zwrot glicerolu do médium inkubacji podczas hodowli całej tkanki tłuszczowej omentalnej lub izolowanych adipocytów został użyty jako wskaźnik aktywności lipolitycznej. Zarówno lipoliza podstawowa, jak i stymulowana izoproterenolem była niższa w izolowanych adipocytach osób z OB (p<0,05 i p<0,01, odpowiednio, ryc. 2). Zgodnie z tymi obserwacjami, stwierdzono wysoce istotną odwrotną korelację pomiędzy lipolizą a BMI osoby badanej dla całej tkanki (r2=0,46, p<0,0005, insercja, ryc. 2) i izolowanych adipocytów (podstawowa: r2=0,28, p<0,01; stymulowana β-adrenergicznie: r2=0,17, p<0,05, n=20). Adipocyty pochodzące od osób otyłych wykazywały mniejszą odpowiedź na bodziec β-adrenergiczny w porównaniu z adipocytami pochodzącymi od osób szczupłych (ryc. 3, p<0,05).
Ekspozycja adipocytów na 10 mM MβCD w podzbiorze 11 próbek spowodowała znaczący wzrost lipolizy podstawowej. Wzrost ten był wprost proporcjonalny do BMI osoby badanej (r2=0,5, p<0,05, ryc. 4). Odpowiedź lipolityczna na stymulację (β-adrenergiczną była znacząco zmniejszona, gdy adipocyty były narażone na M(βCD (345 ± 50% vs. 199 ± 33%, odpowiednio, p< 0,05). Co ciekawe, porównując wpływ M(βCD vs. pojazd, istotne zmniejszenie odpowiedzi lipolitycznej na izoproterenol obserwowano w adipocytach pochodzących od osób z BMI>40 kg/ m2 (morbidly obese, zgodnie z definicją NIH), podczas gdy osoby szczupłe nie wykazywały istotnej różnicy (ryc. 5). Stwierdzono również istotną korelację pomiędzy BMI a stosunkiem odpowiedzi lipolitycznej na 10μM izoproterenolu w obecności i bez 10 mM M(βCD (r2=0,46, p<0,05).
DISCUSSION
W niniejszej pracy badaliśmy lipogenezę i lipolizę w adipocytach izolowanych z tkanki tłuszczowej omentalnej osób dorosłych z OB i NOB w szerokim zakresie BMI (18-54 kg/m2). Z naszych obserwacji wynika, że specyficzna aktywność markera lipogenezy G3PDH w OB była o połowę niższa niż w adipocytach ich odpowiedników z NOB. Z drugiej strony, wyższe BMI wiązało się z niższą lipolizą podstawową i stymulowaną β-adrenergicznie oraz większą wrażliwością na upośledzenie sygnalizacji w błonie plazmatycznej spowodowane usuwaniem cholesterolu. Większa akumulacja triglicerydów w adipocycie OB może być związana z mniejszą aktywnością lipolityczną, którą obserwowaliśmy w tej grupie, jak proponowali również inni (Langin i in., 2005). Ponadto, niższa aktywność specyficzna G3PDH, którą znaleźliśmy w OB, co może być sprzeczne z intuicją, może reprezentować zmniejszoną zdolność do przechowywania nadmiaru krążących triglicerydów, co prawdopodobnie spowoduje hipertriglicerydemię i akumulację tłuszczu w innych regionach ciała, ze znanymi szkodliwymi skutkami związanymi z zespołem metabolicznym.
Używając podejścia in vivo u ludzi, Dodt et al. (2003) zaobserwowali stępioną odpowiedź lipolityczną na stymulację wewnątrzustrojową u otyłych samic, co jest zgodne z naszymi wynikami in vitro i wspiera koncepcję, że otyłość może być przynajmniej częściowo związana z niską odpowiedzią lipolityczną na aktywację współczulną. Zgodnie, Gómez-Ambrosi et al. (2004) badali wzór ekspresji genów tkanki tłuszczowej omentalnej i wykazali, że osoby otyłe miały obniżoną i zwiększoną ekspresję genów indukujących i represorowych lipolizy, odpowiednio.
W literaturze istnieje znaczna rozbieżność dotycząca normalizacji danych lipolizy. Biorąc pod uwagę zgłoszony bezpośredni związek między wielkością komórek adipocytów i lipolizy (Large et al., 1999), i większą względną obfitość większych adipocytów w otyłych (Large et al., 1999), tkanka tłuszczowa ma pokazać większą nieskorygowaną lipolizę wśród otyłych niż wśród NOB individuáis. Tak więc, aby uniknąć czynnika zakłócającego wynikającego z różnej dystrybucji wielkości komórek w OB w porównaniu z NOB, nasze wartości relenazy glicerolu zostały znormalizowane poprzez wyrażenie ich na mg całkowitego lipidu, oceniając w ten sposób aktywność lipolityczną dla danej masy lipidowej. Na poparcie tej tezy, w badaniach ludzi otyłych i szczupłych zaobserwowano wysoką korelację pomiędzy aktywnością kluczowego enzymu lipolitycznego HSL (hormone sensitive Upase) a relazą glicerolową adipocytów wyrażoną w przeliczeniu na zawartość lipidów (Large et al., 1999). Autorzy stwierdzili, że zawartość lipidów jest bardziej istotna dla zdolności lipolitycznej niż normalizacja na liczbę komórek, ze względu na zwiększoną objętość komórek tłuszczowych u osób otyłych. Warto zauważyć, że stymulacja β-adrenergiczna w warunkach podstawowych również okazała się niższa u osób z OB, a ocena ta jest niezależna od wielkości lub liczby komórek, biorąc pod uwagę, że jest normalizowana w stosunku do odpowiedniej kontroli (każda wartość podstawowa).
Rola zawartości cholesterolu błonowego dla integralności jaskiń, specyficznej transdukcji sygnału i prawidłowej funkcji komórki została już poznana (Le Lay i wsp. 2001). Wykazano, że hipertroficzne adipocyty mają upośledzony metabolizm, wraz z niższą zawartością cholesterolu w błonie plazmatycznej (Le Lay et al. 2001). Nasze obserwacje rozszerzają badania Le Lay i wsp. (2001, 2004), którzy wykazali, że deplecja cholesterolu w adipocytach indukuje insulinooporność i zmiany w ekspresji szeregu genów istotnych dla metabolizmu tkanki tłuszczowej. Wyniki te zostały przedstawione jako dowód na to, że obniżenie poziomu cholesterolu w błonie plazmatycznej jest ogniwem łączącym hipertrofię adipocytów z zaburzeniami metabolicznymi, co potwierdzają nasze obecne wyniki. Ekspozycja adipocytów na M(βCD spowodowała znaczący wzrost podstawowej lipolizy (oczekiwany po zmianie integralności jaskiń błony plazmatycznej, co skutkowało zmniejszeniem aktywności fosfodiesterazy 3B) i w konsekwencji zmniejszenie odpowiedzi lipolitycznej na bodziec β-adrenergiczny. Co ciekawe, zaobserwowaliśmy istotny związek pomiędzy wpływem M(βCD na lipolizę podstawową a BMI. Co więcej, istotna korelacja pomiędzy BMI i stosunkiem izoproterenolu do lipolizy podstawowej w obecności i nieobecności M(βCD wspiera większą podatność adipocytów pochodzących od osób otyłych na napędzaną deplecjacją cholesterolu zmienioną sygnalizację błony plazmatycznej.
Powiększone komórki tłuszczowe, o których wiadomo, że są bardziej obfite wraz ze wzrostem BMI badanych (Julien i in., 1989; Salans i in., 1973; Van Harmelen i in., 2003) są oporne na insulinę (Olefsky 1977) i wykazują odrębny wzorzec wydzielania, który powiązał je z zaburzeniami związanymi z otyłością (Imbeault i in., 1999; Van Harmelen i in., 2000).
Co ciekawe, myszy z wyłączonym receptorem insuliny specyficznym dla tkanki tłuszczowej (Bluher i in., 2004) wykazują polaryzację adipocytów na dwie subpopulacje małych (<50μm średnicy) i dużych >1OOμm) komórek, czemu towarzyszą różnice w syntezie triglicerydów i lipolizie, wśród innych parametrów. Obserwacje przedstawione w niniejszym raporcie wskazują na wewnętrzne różnice w metabolizmie triglicerydów między adipocytami omentalnymi z OB i NOB, a my proponujemy, że wzbogacenie w przerośnięte i pozbawione cholesterolu błonowego adipocyty może być motorem tych zmian. Jest możliwe, że upośledzona odpowiedź lipolityczna przyczynia się z czasem do powiększenia depot triglicerydów. Zmniejszona zdolność do przechowywania dodatkowych triglicerydów, skutkowałaby zwiększoną ilością krążących lipidów, podnosząc ryzyko związane z zespołem metabolicznym.
Według naszej najlepszej wiedzy, żadne inne badanie nie oceniało lipogenezy i lipolizy w adipocytach omentalnych od osób z OB i NOB. Obecna praca pokazuje istotne różnice w metabolizmie triglicerydów w adipocytach omentalnych u osób otyłych w porównaniu z osobami bez otyłości i sugeruje, że adipocyty osób otyłych są bardziej podatne na obniżoną zawartość cholesterolu w błonie plazmatycznej. Mimo, że naszym celem było zminimalizowanie czynników podmiotowych, nie możemy wykluczyć, że choroby współistniejące u osób otyłych mogą wpływać na odmienne zachowanie komórek tłuszczowych. Porównanie postępowania z triglicerydami pomiędzy tymi grupami i w depozycie tłuszczowym o tak patogennym znaczeniu pomaga w zrozumieniu różnic w metabolizmie i reaktywności, które mogą być celem interwencji farmakologicznej i wymagają dalszych badań.
PODZIĘKOWANIA
Chcielibyśmy podziękować Dr. Miguel A. Celis w Szpitalu Tisné, Dr. Leonardo Rodríguez w Szpitalu DIPRECA i Drs. Cristian Cavalla, James Hamilton i Gonzalo Wiedmaier w Szpitalu Padre Hurtado za nieocenioną pomoc w uzyskaniu tkanki tłuszczowej, jak również Mrs. Marisol Blanco i Pan Rodrigo Brücher za ich pomoc techniczną.
GRANT SUPPORT
Supported by grants from DI-U de Chile (N°s Mult 04/06-2 to C. Rojas and 1-04/01-2 to M. Cifuentes), and FONDECYT (N° 1070632 to C. Rojas, N°1080232 do M. Cifuentes).
BLUHER M, WILSON-FRITCH L, LESZYK J, LAUSTSEN P G, COR VERA S, KAHN CR (2004) Role of insulin action and cell size on protein expression patterns in adipocytes. J Biol Chem 279: 31902-31909.
BRADFORD MM (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principie of protein-dye binding. Anal Biochem 72: 248-254.
CARPENÉ C (2001) Assays of adrenergic receptors including lipolysis and binding measurements. In: AILHAUD G (ed) Adipose Tissue Protocols. New Jersey: Humana Press. pp. 129-140.
DODT C, LONNROTH P, WELLHONER JP, FEHM HL, ELAM M (2003) Sympathetic control of white adipose tissue in lean and obese humans. Acta Physiol Scand 177: 351-357.
DOLÉ VP, MEINERTZ H (1960) Microdetermination of long-chain fatty acids in plasma and tissues. J Biol Chem 235: 2595-2599.
GÓMEZ-AMBROSI J, CATALÁN V, DIEZ-CABALLERO A, MARTÍNEZ-CRUZ LA, GIL MJ, GARCÍA-FONCILLAS J, CIENFUEGOS JA, SALVADOR J, MATO JM, FRUHBECK G (2004) Gene expression profile of omental adipose tissue in human obesity. FASEB J 18: 215-217.
IMBEAULT P, LEMIEUX S, PRUDHOMME D, TREMBLAY A, NADEAU A, DESPRES JP, MAURIEGE P (1999) Relationship of visceral adipose tissue to metabolic risk factors for coronary heart disease: is there a contribution of subcutaneous fat cell hypertrophy? Metabolism 48: 355-362.
JULIEN P, DESPRES JP, ÁNGEL A (1989) Scanning electrón microscopy of very small fat cells and mature fat cells in human obesity. J Lipid Res 30: 293-299.
KOZAK LP, JENSEN JT (1974) Genetic and developmental control of múltiple forms of L-glycerol 3-phosphate dehydrogenase. J Biol Chem 249: 7775-7781.
LANGIN D, DICKER A, TAVERNIER G, HOFFSTEDT J, MAIRAL A, RYDEN M, ARNER E, SICARD C, JENKINS M, VIGUERIE N, VAN HARMELEN V, GROSS RW, HOLM C, ARNER P (2005) Adipocyte Upases and defect of lipolysis in human obesity. Diabetes 54: 3190-3197.
LARGE V, REYNISDOTTIR S, LANGIN D, FREDBY K, KLANNEMARK M, HOLM C, ARNER P (1999) Decreased expression and function of adipocyte hormone-sensitive Upase in subcutaneous fat cells of obese subjects. J Lipid Res 40: 2059-2066.
LE LAY S, KRIEF S, FARNIER C, LEFRERE I, LE LIEPVRE X, BAZIN R, FERRÉ P, DUGAIL I (2001) Cholesterol, a cell size-dependent signal that regulates glucose metabolism and gene expression in adipocytes. J Biol Chem 276: 16904-16910.
LE LAY S, FERRÉ P, DUGAIL I (2004) Adipocyte cholesterol balance in obesity. Biochem Soc Trans 32: 103-106.
MOUSTAID N, JONES BH, TAYLOR JW (1996) Insulina zwiększa aktywność enzymów lipogennych w ludzkich adipocytach w hodowli pierwotnej. J Nutr 126: 865-870.
NILSSON R, AHMAD F, SWARD K, ANDERSSON U, WESTON M, MANGANIELLO V, DEGERMAN E (2006) Plasma membrane cyclic nucleotide phosphodiesterase 3B (PDE3B) is associated with caveolae in primary adipocytes. Cell Signal 18: 1713-1721.
OLEFSKY JM (1977) Mechanisms of decreased insulin responsiveness of large adipocytes. Endocrinology 100: 1169-1177.
RODBELL M (1964) Metabolizm izolowanych komórek tłuszczowych. I. Wpływ hormonów na metabolizm glukozy i lipolizy. J Biol Chem 239: 375-380.
RUMBERGER JM, WU T, HERING MA, MARSHALL S (2003) Role of hexosamine biosynthesis in glucose-mediated up-regulation of lipogenic enzyme mRNA levéis: effects of glucose, glutamine, and glucosamine on glycerophosphate dehydrogenase, fatty acid synthase, and acetyl-CoA carboxylase mRNA levéis. J Biol Chem 278: 28547-28552.
SALANS LB, DOUGHERTY JW (1971): Wpływ insuliny na metabolizm glukozy przez komórki tłuszczowe o różnej wielkości Wpływ lipidów komórkowych i zawartości białka, wieku i stanu odżywienia. J Clin Invest 50: 1399-1410.
SALANS LB, CUSHMAN SW, WEISMANN RE (1973) Studies of human adipose tissue. Adipose komórki rozmiar i liczba w nonobese i otyłych pacjentów. J Clin Invest 52: 929-941.
SALANS SB, BRAY GA, CUSHMAN SW, DANFORTH JR E, GLENNON JA, HORTON ES, SIMS EA (1974) metabolizm glukozy i odpowiedź na insulinę przez ludzkiej tkanki tłuszczowej w spontanicznej i eksperymentalnej otyłości. Wpływ składu diety i wielkości komórek tłuszczowych. J Clin Invest 53: 848-856.
SMITH U (1971) Wpływ wielkości komórki na syntezę lipidów przez ludzkiej tkanki tłuszczowej in vitro. J Lipid Res 12: 65-70.
VAN HARMELEN V, SKURK T, ROHRIG K, LEE YM, HALBLEIB M, APRATH-HUSMANN I, WEYER C, FOLEY JE, BOGARDUS C, TATARANNI PA, PRATLEY RE (2000) Enlarged subcutaneous abdominal adipocyte size, but not obesity itself, predicts type II diabetes independent of insulin resistance. Diabetologia 43: 1498-1506.
VAN HARMELEN V, SKURK T, ROHRIG K, LEE YM, HALBLEIB M, APRATH-HUSMANN I, HAUNER H (2003) Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. Int J Obes Relat Metab Disord 27: 889-895.
YANG X, JANSSON PA, NAGAEV I, JACK MM, CARVALHO E, SUNNERHAGEN KS, CAM MC, CUSHMAN SW, SMITH U (2004) Evidence of impaired adipogenesis in insulin resistance. Biochem Biophys Res Commun 317: 1045-1051.