Lernaea (Anchorworm) Infestations in Fish1

Wprowadzenie

Gatunki Lernaea, powszechnie znane jako „anchorworms”, są skorupiakami, pasożytami widłonogów, które mogą infekować i powodować choroby oraz śmiertelność wielu rodzajów ryb słodkowodnych, szczególnie gatunków łowionych na wolności i hodowanych w stawach. Infestacje Lernaea są najbardziej rozpowszechnione w miesiącach letnich i występują częściej w stagnujących lub wolno płynących zbiornikach wodnych.

Opracowano około 110 gatunków lernaeidów (Lernaea i pasożyty podobne do Lernaea). Lernaea cyprinacea, jeden z bardziej pospolitych gatunków, występuje na całym świecie. Najczęściej występuje u ryb karpiowatych, w tym karpia koi, karasia pospolitego i złotej rybki; może jednak zarażać inne gatunki ryb i spowodował poważne zgony suma Arkansas w stawach, które były również zarybione karpiem wielkogłowym. Lernaea została również zgłoszona do zarażenia płazów.

Cykl życiowy Lernaea

Ponieważ Lernaea jest widłonogiem i skorupiakiem, jest spokrewniona z krabami, homarami i krewetkami, z których wszystkie mają wieloetapowy cykl życiowy (rysunek 1). Lernaea jest jednak niezwykła, ponieważ większość powszechnie występujących gatunków widłonogów jest wolno żyjąca i nie wywołuje chorób. Chociaż organizmy należące do tej grupy mają złożone cykle życiowe, nie muszą one przechodzić przez żywiciela pośredniego; mogą raczej rozprzestrzeniać się bezpośrednio z ryby na rybę. Ten bezpośredni cykl życiowy może trwać od 18 do 25 dni i tylko ryba (lub płaz) jest niezbędna, aby organizm mógł rozwinąć się od jaja do dojrzałego osobnika dorosłego. Cykl życiowy lernaeidów jest podobny niezależnie od tego, czy żywicielem jest ryba czy płaz, ale dla uproszczenia w tym artykule skupimy się na infekcjach u ryb.

Różne stadia rozwojowe żyją na i poza rybą. Po połączeniu się w pary samca i samicy pasożyta, samiec umiera, a samica wwierca się w tkankę żywiciela, ostatecznie wykorzystując dużą kotwicę na przednim końcu („głowie”) do trwałego zagnieżdżenia się w skórze i mięśniach ryby (Rysunek 2). Samica dojrzewa do postaci dorosłej i w ciągu 24 godzin może zacząć uwalniać jaja z pary woreczków znajdujących się na jej tylnym końcu (rysunek 3). Każde uwolnione jajo wykluwa się w ciągu 24-36 godzin. Samice są bardzo płodne i mogą produkować partie do 250 młodych osobników (nauplii) co dwa tygodnie przez okres do 16 tygodni w temperaturach cieplejszych niż 25°C.

Nowo wyklute naupliusy są wolno żyjące (nie pasożytnicze) i rozwijają się przez trzy różne stadia naupliarne w ciągu około 4 dni. W tym momencie przeobrażają się w pierwsze stadium widłonoga, stają się pasożytnicze i przyczepiają się do żywiciela, często na skrzelach. W ciągu następnych 7 dni, pasożyt rozwija się przez pięć różnych stadiów „widłonogów”. Stadia rozwojowe widłonogów zazwyczaj również można znaleźć na skrzelach, ale nie są one trwale osadzone w tkance. Po osiągnięciu ostatniego stadium widłonogów, samiec odłącza się, ale samica pozostaje pasożytnicza, przyczepiona do aktualnego żywiciela lub przenosząc się na inną rybę. Dorosłe samce umierają w ciągu 24 godzin. W jednym z badań cały cykl życiowy trwał około 18-25 dni, gdy ryby trzymano w temperaturze 29°C.

Optymalny zakres temperatur dla Lernaea to 26°C-28°C. Jeśli temperatura spadnie poniżej 20°C, młode Lernaea nie są w stanie dokończyć rozwoju, a w temperaturze 14°C samice nie rozmnażają się. Jednakże, dorosłe samice mogą przezimować na rybach-żywicielach, produkując jaja, gdy temperatura wody ociepli się na wiosnę.

Choroby ryb powodowane przez Lernaea

Powszechne miejsca infekcji Lernaea obejmują skórę, płetwy, skrzela i jamę ustną (rysunek 2). Duże ilości lernaeidów w stadiach widłonogów mogą zabić małe ryby poprzez uszkodzenie skrzeli i utrudnienie im oddychania. Gdy samice pasożytów przyczepią się do ryby, zagłębiają się w tkankach i ostatecznie osadzają przednią kotwicę w ciele ryby. W miejscu przyczepienia może dojść do intensywnego, ogniskowego zapalenia i krwotoku, przez co obszar ten staje się czerwony i owrzodzony.

Pomimo, że zarażenie niewielką liczbą pasożytów nie musi być śmiertelne, jest ono niezwykle irytujące dla ryb. Lernaea może powodować intensywne stany zapalne, prowadzące do wtórnych infekcji bakteryjnych (np. Aeromonas hydrophila) i grzybiczych. Te wtórne infekcje czasami pogarszają się i zabijają ryby. Większa liczba pasożytów na skrzelach może zaburzać oddychanie, powodując śmierć. Ryby mogą przetrwać zarażenie Lernaea, ale chroniczne stany często powodują słaby wzrost i słabą kondycję ciała.

Diagnostyka

Widoczny gołym okiem, najczęściej obserwowany etap życia organizmu – dorosła samica – wygląda jak mała, cienka „nić” lub „włos” o długości około 25 mm. Pod mikroskopem, długie, rurkowate ciało posiada kotwicę na przednim końcu i sparowane woreczki jajowe na tylnym końcu (Rysunek 3). Kotwica, znajdująca się w części przedniej („głowie”), jest zwykle osadzona w tkance żywiciela, podczas gdy tylny koniec, z woreczkami jajowymi, wystaje do słupa wody. Młodociane stadia rozwojowe, zwłaszcza widłonogi, mogą być również widoczne na próbkach skóry, płetw lub skrzeli przy użyciu mikroskopu (Rysunek 1). Ponieważ dorosłe samice Lernaea mogą być mylone z włóknami roślinnymi, grzybami lub innymi organizmami, w celu postawienia dokładnej diagnozy należy skonsultować się ze specjalistą ds. zdrowia ryb. Użycie mikroskopu do zbadania mokrych zdjęć dotkniętych obszarów (skóra, skrzela, jama ustna, płetwy) będzie konieczne do potwierdzenia obecności tego pasożyta.

Zarządzanie

Pojedyncze lernaeidy mogą być usunięte z dotkniętych ryb przy użyciu kleszczy. Jednakże, usunięcie nie zawsze jest całkowite; czasami część kotwicząca pozostaje osadzona. Metoda kleszczowa jest niepraktyczna na dużą skalę, dlatego zaleca się stosowanie innych metod. Niezależnie od zastosowanej metody, leczenie całego systemu jest niezbędne w celu wyleczenia wszystkich ryb i kontroli wszystkich stadiów rozwojowych pasożyta, w tym stadiów, które przeżywają poza żywicielem. Dorosłe samice lernaeidów mogą przeżyć 30 dni na żywicielu i są bardziej wytrzymałe niż młodsze stadia rozwojowe; dlatego też leczenie powinno być kontynuowane przez kilka tygodni.

Do zwalczania Lernaea zastosowano wiele metod, ale zalecenia różnią się w zależności od gatunku ryb i sytuacji. W celu zapewnienia legalnego i właściwego stosowania leków lub pestycydów konieczna jest konsultacja ze specjalistą ds. zdrowia ryb. Należy zauważyć, że jedynym dostępnym sposobem zwalczania Lernaea u ryb żyworodnych jest sól. Sól była badana jako środek leczniczy dla Lernaea ze zmiennymi wynikami. W jednym z badań nad zasoleniem L. cyprinacea, odsetek dorosłych samic przeżył dość długi okres ekspozycji, do 22,4 g/L wody morskiej (ppt) przez okres do 6 dni. Przy 25,6 ppt, dorosłe osobniki ginęły w drugim dniu. Z drugiej strony, wylęganie się jaj lernaeidów nie następowało w wodzie morskiej o stężeniu 8 g/L, a rozwój młodszych stadiów rozwojowych, które się wylęgły, był uniemożliwiony, jeśli pasożyty były narażone na działanie wody o stężeniu 4,8 g/L przez co najmniej 5-6 dni. Dla ryb spożywczych, które tolerują zasolenie, woda morska o stężeniu 4,8 g/L przez okres do około 30 dni jest najlepszym wyborem do zwalczania pasożytów, ponieważ inne leki i pestycydy nie są legalne w leczeniu gatunków ryb spożywczych. Ponieważ dorosłe samice lernaeidów są bardziej tolerancyjne na sól, konieczne może być zastosowanie dodatkowych środków, aby skutecznie przerwać cykl życiowy pasożyta. Usunięcie ryb z systemu na 7 dni przerwie cykl życiowy w zbiorniku, ponieważ stadia larwalne nie mogą przetrwać bez żywiciela przez taki okres czasu.

W przypadku gatunków ryb nieprzeznaczonych do spożycia, takich jak ryby ozdobne lub w akwariach domowych, oprócz soli dostępne są dodatkowe metody leczenia. Przedłużone zanurzenie w fosforoorganicznym preparacie, takim jak trichlorfon, jest skutecznym leczeniem dla ryb ozdobnych. 30-minutowa kąpiel z dodatkiem 25 mg/L nadmanganianu potasu zabije larwy lernaeidów, ale dorosłe osobniki mogą przeżyć. Diflubenzuron (znany również jako Dimilin) jest pestycydem, który zakłóca wzrost pasożyta i zabije rozwijające się stadia dorosłe i larwalne w dawce 0,066 mg diflubenzuronu na litr. (Ponownie, jeśli leki lub pestycydy opisane powyżej nie wchodzą w grę, woda morska o stężeniu 4,8 g/L przez okres do około 30 dni powinna pomóc w zwalczaniu pasożytów, tak długo jak ryby tolerują ten poziom zasolenia. Ryby mogą być również usunięte z systemu na 7 dni, aby przerwać cykl życiowy lernaeidów w zbiorniku.)

Rany powstałe w wyniku zarażenia Lernaea powinny być ściśle monitorowane, a optymalna jakość wody powinna być utrzymywana przez cały okres leczenia, aby zminimalizować ryzyko wtórnych infekcji bakteryjnych i grzybiczych. Co ciekawe, istnieją dowody sugerujące, że skutecznie wyleczone ryby mogą stać się odporne na przyszłe infekcje Lernaea.

Prewencja

Przywożone ryby muszą być poddane ścisłej kwarantannie i badaniom w celu uniknięcia wprowadzenia Lernaea do systemu. Jest to szczególnie ważne w przypadku gatunków ryb spożywczych, ponieważ możliwości leczenia są bardzo ograniczone. Przed wprowadzeniem do systemu, wszystkie ryby, a w szczególności gatunki wysokiego ryzyka takie jak karpie (np. złote rybki i karpie koi), powinny być wizualnie przebadane na obecność dorosłych pasożytów, a następnie regularnie monitorowane podczas kwarantanny. Jeśli pasożyt zostanie wykryty, wczesna interwencja przyniesie najbardziej pomyślne wyniki.

Dyskusja

Inwazje Lernaea są szczególnie powszechne u ryb karpiowatych, w tym karpi koi, złotych rybek i innych pokrewnych karpi, chociaż wiele innych gatunków słodkowodnych jest podatnych na zarażenie. Pojedyncze pasożyty mogą powodować poważne, ogniskowe uszkodzenia zaatakowanych tkanek, zwiększając ryzyko infekcji przez bakteryjne i grzybicze patogeny obecne w środowisku. Dostępnych jest kilka skutecznych metod zwalczania lernaeidów; jednakże, możliwości są bardzo ograniczone w przypadku ryb spożywczych i produkcji stawowej. Kwarantanna i badania przesiewowe przybywających ryb są wysoce zalecane w celu uniknięcia wprowadzenia pasożyta.

Referencje i sugerowane lektury

Goodwin, A. E. 1999. „Massive Lernaea cyprinacea infestations damaging the gills of channel catfish polycultured with bighead carp.” Journal of Aquatic Animal Health 11:406-408.

Ho, J. S. 1996. „Cladistics of the Lernaeidae (Cyclopoida), a major family of freshwater fish parasites.” Journal of Marine Systems 15:177-183.

Hoffman, G. L. 1999. Parasites of North American Freshwater Fishes, second ed. Ithaca, NY: Cornell University Press.

Kupferberg, S. J., A. Catenazzi, K. Lunde, A. J. Lind, and W. J. Palen. 2008. „Parasitic copepod (Lernaea cyprinacea) outbreaks in foothill yellow-legged frogs (Rana boylii) linked to unusually warm summers and amphibian malformations in northern California.” Copeia 3:529-537.

Lester, R. J. G., and C. J. Hayward. 2006. Phylum Arthropoda. In Fish Diseases and Disorders, vol. 1: protozoan and metazoan infections, second ed. P.T.K. Woo, red. CAB International, Londyn, Anglia. Pp. 466-565.

Longshaw, M., and S. W. Feist. 2001. Parasitic diseases. In BSAVA Manual of Ornamental Fish, second ed. W.H. Wildgoose, editor. British Small Animal Veterinary Association, Gloucester, Anglia. Pp. 167-183.

Noga, E. J. 2010. Fish Disease: Diagnosis and Treatment, second ed. Ames, IA: Wiley-Blackwell.

Shields, R. J. 1978. „Procedures for the laboratory rearing of Lernaea cyprinacea L. (Copepoda)”. Crustaceana 35:259-264.

Shields, R. J., and R.P. Goode. 1978. „Odrzucanie żywiciela przez Lernaea cyprinacea L. (Copepoda).” Crustaceana 35:301-307.

Stoskopf, M. K. 1993. Fish Medicine. Philadelphia, PA: W.B. Saunders Company.

Instytut Żywności i Nauk Rolniczych (IFAS) jest instytucją równych szans, upoważnioną do prowadzenia badań, dostarczania informacji edukacyjnych i innych usług wyłącznie osobom i instytucjom, które działają w sposób niedyskryminujący w odniesieniu do rasy, wyznania, koloru skóry, religii, wieku, niepełnosprawności, płci, orientacji seksualnej, stanu cywilnego, pochodzenia narodowego, poglądów politycznych lub przynależności. Aby uzyskać więcej informacji na temat uzyskiwania innych publikacji UF/IFAS Extension, należy skontaktować się z biurem UF/IFAS Extension w swoim okręgu.
U.S. Department of Agriculture, UF/IFAS Extension Service, University of Florida, IFAS, Florida A & M University Cooperative Extension Program, and Boards of County Commissioners Cooperating. Nick T. Place, dziekan ds. Rozszerzenia UF/IFAS.