Infestations de Lernaea (ver de l’ancre) chez les poissons1

Introduction

Les espèces de Lernaea, communément appelées « vers d’ancre », sont des crustacés, des parasites copépodes qui peuvent infecter et causer des maladies et de la mortalité chez de nombreux types de poissons d’eau douce, en particulier les espèces sauvages et celles élevées en étang. Les infestations de Lernaea sont plus fréquentes pendant les mois d’été et se produisent plus souvent dans les plans d’eau stagnants ou à faible courant.

Environ 110 espèces de lernaeids (Lernaea et parasites de type Lernaea) ont été décrites. Lernaea cyprinacea, l’une des espèces les plus courantes, est présente dans le monde entier. Elle est plus fréquente chez les cyprinidés, y compris la carpe koï, la carpe commune et le poisson rouge ; cependant, elle peut infecter d’autres espèces de poissons et a causé des décès importants chez le poisson-chat de l’Arkansas dans des étangs qui étaient également remplis de carpes à grosse tête. On a également signalé que Lernaea infeste les amphibiens.

Cycle de vie de Lernaea

Parce que Lernaea est un copépode et un crustacé, elle est apparentée aux crabes, aux homards et aux crevettes, qui ont tous un cycle de vie à plusieurs étapes (figure 1). Lernaea est cependant inhabituel, car la plupart des espèces communes de copépodes vivent librement et ne provoquent pas de maladies. Bien que les organismes appartenant à ce groupe aient des cycles de vie complexes, ils n’ont pas besoin de passer par un hôte intermédiaire ; ils peuvent plutôt se propager directement de poisson à poisson. Ce cycle de vie direct peut prendre de 18 à 25 jours, et seul un poisson (ou un amphibien) est nécessaire pour que l’organisme se développe de l’œuf à l’adulte mature. Le cycle de vie des lernaeid est similaire que l’hôte soit un poisson ou un amphibien, mais pour plus de simplicité, cet article se concentrera sur les infections chez les poissons.

Différents stades de vie pendant le développement vivent sur et hors du poisson. Après l’accouplement d’un parasite mâle et d’un parasite femelle, le mâle meurt et la femelle s’enfonce dans les tissus de l’hôte, finissant par utiliser une grande ancre sur son extrémité antérieure ( » tête « ) pour s’incruster de façon permanente dans la peau et les muscles du poisson (Figure 2). La femelle devient adulte et, dans les 24 heures qui suivent, elle peut commencer à libérer des œufs à partir d’une paire de sacs situés à son extrémité postérieure ( » dos « ) (Figure 3). Chaque œuf libéré éclot dans les 24 à 36 heures. Les femelles sont très prolifiques et peuvent produire des lots de jusqu’à 250 juvéniles (nauplii) toutes les deux semaines pendant un maximum de 16 semaines à des températures supérieures à 25°C.

Les nauplii nouvellement éclos sont libres (non parasites) et se développent à travers trois stades naupliaires différents en environ 4 jours. À ce stade, ils se transforment en premier stade copépode, deviennent parasites et se fixent à un hôte, souvent sur les branchies. Au cours des 7 jours suivants, le parasite passe par cinq stades « copépodides » différents. Les stades copépodides se trouvent généralement aussi sur les branchies mais ne sont pas intégrés de façon permanente dans les tissus. Une fois arrivé au dernier stade copépodide, le mâle se détache, mais la femelle reste parasite, attachée à l’hôte actuel ou se déplaçant vers un autre poisson. Les mâles adultes meurent dans les 24 heures. Dans une étude, le cycle de vie complet a pris environ 18-25 jours lorsque les poissons étaient maintenus à 29°C.

La plage de température optimale pour les Lernaea est de 26°C-28°C. Si les températures descendent en dessous de 20°C, les Lernaea juvéniles sont incapables d’achever leur développement, et à 14°C, les femelles ne se reproduisent pas. Cependant, les femelles adultes peuvent passer l’hiver sur le poisson hôte, produisant des œufs lorsque les températures de l’eau se réchauffent au printemps.

Maladies des poissons causées par les Lernaea

Les sites courants d’infection par les Lernaea comprennent la peau, les nageoires, les branchies et la cavité buccale (figure 2). Un grand nombre de lernaea aux stades copépodidés peut tuer les petits poissons en endommageant leurs branchies et en rendant la respiration difficile pour les poissons. Lorsque les parasites femelles s’attachent au poisson, ils s’enfoncent profondément dans les tissus et finissent par enfoncer une ancre antérieure dans le corps du poisson. Une inflammation et une hémorragie focales intenses peuvent se produire au niveau du site d’attachement, faisant apparaître la zone rouge et ulcérée.

Si une infection par un petit nombre de parasites n’est pas nécessairement mortelle, elle est extrêmement irritante pour le poisson. Les lernaea peuvent provoquer une inflammation intense, entraînant des infections secondaires bactériennes (par exemple, Aeromonas hydrophila) et fongiques. Ces infections secondaires s’aggravent parfois et tuent le poisson. Un grand nombre de parasites sur la branchie peut interférer avec la respiration, entraînant la mort. Les poissons peuvent survivre à une infection par Lernaea, mais les conditions chroniques entraînent fréquemment une croissance et un état corporel médiocres.

Diagnostic

À l’œil nu, le stade de vie le plus couramment observé de l’organisme – la femelle adulte – se présente comme un petit « fil » ou « cheveu » fin d’environ 25 mm de long. Au microscope, le long corps tubulaire présente une ancre à l’extrémité antérieure et des sacs d’œufs appariés à l’extrémité postérieure (Figure 3). L’ancre, située dans la région antérieure (« tête »), est généralement intégrée dans les tissus de l’hôte, tandis que l’extrémité postérieure, avec ses sacs à œufs, s’étend dans la colonne d’eau. Les stades de vie juvéniles, en particulier les stades copépodidés, peuvent également être observés sur des échantillons de peau, de nageoires ou de branchies à l’aide d’un microscope (Figure 1). Comme les Lernaea femelles adultes peuvent être confondues avec des fibres végétales, des champignons ou d’autres organismes, il convient de consulter un professionnel de la santé des poissons pour obtenir un diagnostic précis. L’utilisation d’un microscope pour examiner les montages humides des zones affectées (peau, branchies, cavité buccale, nageoires) sera nécessaire pour confirmer la présence de ce parasite.

Gestion

Les lernaeides individuelles peuvent être retirées des poissons affectés à l’aide de pinces. Cependant, le retrait n’est pas toujours complet ; parfois, la portion d’ancrage reste enfoncée. La méthode des forceps n’est pas pratique à grande échelle, et d’autres méthodes sont recommandées. Quelle que soit la méthode utilisée, le traitement de l’ensemble du système est nécessaire afin de traiter tous les poissons et de contrôler tous les stades de vie du parasite, y compris ceux qui survivent hors de l’hôte. Les lernaeid femelles adultes peuvent survivre 30 jours sur un poisson hôte et sont plus résistantes que les stades de vie plus jeunes ; par conséquent, le traitement doit se poursuivre pendant plusieurs semaines.

Un certain nombre de méthodes ont été utilisées efficacement pour contrôler les lernaea, mais les recommandations varieront en fonction de l’espèce de poisson et de la situation. La consultation d’un professionnel de la santé des poissons est nécessaire pour assurer une utilisation légale et appropriée des médicaments ou des pesticides. Il convient de noter que le seul traitement disponible contre les lernaea chez les espèces de poissons de consommation est le sel. Le sel a fait l’objet de recherches comme traitement de la Lernaea avec des résultats variables. Dans une étude de salinité avec L. cyprinacea, un pourcentage de femelles adultes a survécu à une exposition assez prolongée, jusqu’à 22,4 g/L d’eau de mer (ppt) pendant 6 jours. À 25,6 ppt, les adultes ont été tués dès le deuxième jour. D’autre part, l’éclosion des œufs de lernaeid n’a pas eu lieu à une eau de mer de 8 g/l, et le développement des plus jeunes stades de vie qui ont éclos a été empêché si les parasites ont été exposés pendant au moins 5-6 jours à 4,8 g/l. Pour les poissons de consommation qui peuvent tolérer la salinité, l’eau de mer à 4,8 g/L pendant une période allant jusqu’à environ 30 jours est le meilleur choix pour contrôler le parasite car les autres médicaments et pesticides ne sont pas légaux pour le traitement des espèces de poissons de consommation. Les lernaeides femelles adultes étant plus tolérantes au sel, des mesures supplémentaires peuvent être nécessaires pour briser efficacement le cycle de vie du parasite. Retirer les poissons du système pendant 7 jours permettra de briser le cycle de vie dans le réservoir car les stades larvaires ne peuvent pas survivre sans hôte pendant cette période.

Pour les espèces de poissons non alimentaires, comme la production ornementale ou les situations d’aquarium domestique, des traitements supplémentaires en plus du sel sont disponibles. L’immersion prolongée avec un organophosphate tel que le trichlorfon est un traitement efficace pour les poissons d’ornement. Un bain de 30 minutes avec 25 mg/L de permanganate de potassium tuera les larves de lernaeids, mais les adultes peuvent survivre. Le diflubenzuron (également connu sous le nom de Dimilin) est un pesticide qui interfère avec la croissance du parasite et qui tuera les stades adultes et larvaires en mue à une dose de 0,066 mg de diflubenzuron/litre. (Encore une fois, si les médicaments ou les pesticides décrits ci-dessus ne sont pas une option, de l’eau de mer à 4,8 g/L pendant un maximum d’environ 30 jours devrait aider à contrôler le parasite, tant que les poissons peuvent tolérer ce niveau de salinité. Les poissons peuvent également être retirés du système pendant 7 jours afin de briser le cycle de vie des lernaeidés au sein du réservoir.)

Les plaies résultant d’une infection par les lernaea doivent être étroitement surveillées, et une qualité d’eau optimale doit être maintenue pendant toute la durée du traitement afin de minimiser le risque d’infection bactérienne et fongique secondaire. Il est intéressant de noter qu’il existe des preuves suggérant que les poissons traités avec succès peuvent devenir résistants à de futures infections par Lernaea.

Prévention

Les poissons entrants doivent être strictement mis en quarantaine et testés afin d’éviter d’introduire Lernaea dans un système. Ceci est particulièrement important avec les espèces de poissons de consommation car les options de traitement sont très limitées. Avant d’être introduits dans un système, tous les poissons, en particulier les espèces à haut risque comme les carpes (par exemple, les poissons rouges et les koïs), doivent faire l’objet d’un dépistage visuel des parasites adultes, puis d’un suivi régulier pendant la quarantaine. Si le parasite est détecté, une intervention précoce permettra d’obtenir le meilleur résultat.

Discussion

Les infestations par les lernaea sont particulièrement fréquentes chez les cyprinidés, notamment les koïs, les poissons rouges et autres carpes apparentées, bien que de nombreuses autres espèces d’eau douce soient sensibles. Les parasites individuels peuvent causer de graves dommages focaux aux tissus affectés, ce qui augmente le risque d’infection par des agents pathogènes bactériens et fongiques présents dans l’environnement. Plusieurs thérapies efficaces sont disponibles pour le contrôle des lernaeids ; cependant, les options sont très limitées pour les poissons de consommation et la production en étang. La quarantaine et le dépistage des poissons entrants sont fortement recommandés pour éviter l’introduction du parasite.

Références et lectures suggérées

Goodwin, A. E. 1999. « Infestations massives de Lernaea cyprinacea endommageant les branchies de la barbue de rivière polyculturée avec la carpe à grosse tête ». Journal of Aquatic Animal Health 11:406-408.

Ho, J. S. 1996. « Cladistique des Lernaeidae (Cyclopoida), une famille majeure de parasites de poissons d’eau douce ». Journal of Marine Systems 15:177-183.

Hoffman, G. L. 1999. Parasites of North American Freshwater Fishes, deuxième édition. Ithaca, NY : Cornell University Press.

Kupferberg, S. J., A. Catenazzi, K. Lunde, A. J. Lind, et W. J. Palen. 2008. « Les épidémies de copépodes parasites (Lernaea cyprinacea) chez les grenouilles à pattes jaunes des piémonts (Rana boylii) sont liées à des étés inhabituellement chauds et à des malformations d’amphibiens dans le nord de la Californie ». Copeia 3:529-537.

Lester, R. J. G., et C. J. Hayward. 2006. Phylum Arthropoda. Dans Fish Diseases and Disorders, vol. 1 : protozoan and metazoan infections, second ed. P.T.K. Woo, éditeur. CAB International, Londres, Angleterre. Pp. 466-565.

Longshaw, M., et S. W. Feist. 2001. Maladies parasitaires. Dans BSAVA Manual of Ornamental Fish, deuxième édition, W.H. Wildgoose, éditeur. British Small Animal Veterinary Association, Gloucester, Angleterre. Pp. 167-183.

Noga, E. J. 2010. Fish Disease : Diagnostic et traitement, deuxième édition. Ames, IA : Wiley-Blackwell.

Shields, R. J. 1978. « Procédures pour l’élevage en laboratoire de Lernaea cyprinacea L. (Copepoda) ». Crustaceana 35:259-264.

Shields, R. J., et R.P. Goode. 1978. « Rejet d’hôte de Lernaea cyprinacea L. (Copepoda) ». Crustaceana 35:301-307.

Stoskopf, M. K. 1993. Médecine des poissons. Philadelphie, PA : W.B. Saunders Company.

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